消光系数计算器
按 5500 x Trp + 1490 x Tyr + 125 x 胱氨酸键(Gill 与 von Hippel / Pace 方法)计算 280 nm 处的摩尔消光系数。教育参考,不构成医疗建议。
序列分析
计算器输入项
这是一个数学与实验室参考工具。它不进行诊断、治疗或剂量推荐,也不构成医疗建议。
消光系数计算器给出一条多肽在 280 纳米处吸收光线的强度,而这是几乎所有用紫外吸光度做蛋白质和多肽浓度测量所用的波长。
计算采用标准做法:以逆摩尔厘米为单位,每个色氨酸贡献 5500,每个酪氨酸贡献 1490,每一对以二硫键连接的胱氨酸贡献 125。苯丙氨酸按不贡献处理。
这个数字是紫外分光光度计读数与浓度之间的桥。本站的比尔-朗伯计算器负责这件事的另一半,而且是双向的。
为什么多肽的消光系数是对吸收残基求和
这个系数并不是分子本身的性质,而是分子在某一个波长上的性质。这就是为什么任何地方引用的系数都把波长写在旁边,也是为什么 280 纳米处的数值不能用来解释 214 纳米处测得的读数。计算本身是一次加权计数:每个色氨酸加 5500,每个酪氨酸加 1490,每一对二硫键连接的半胱氨酸加 125,单位都是逆摩尔厘米。苯丙氨酸在这里不贡献任何东西,因为它的环吸收位于比标准波长更远的紫外区。
这张清单最有启发性的一点,是它用到序列的部分何其少。两条长度相同、色氨酸个数相同、胱氨酸对数相同的多肽,会返回完全相同的系数,无论其余残基差别有多大。一条由酸性残基组成的链和一条由碱性残基组成的链,在这个模型看来是一样的。正是这一点让这个数字适合用来做浓度测量,却不适合描述一个分子;在用它之前,值得知道自己手里拿着的究竟是这两者中的哪一个。
二硫键项是唯一一个无法从序列上读出来的输入。一个半胱氨酸可以是游离的,可以与第二个半胱氨酸配对,也可以连在完全别的东西上,而只有配对的那一种形式才贡献。单字母序列区分不了这几种情形,所以这个计数是手工填入而不是推断出来的,这也正是这个表单上会有这个字段的原因。填入半胱氨酸的个数,假定每一个都找到了伙伴,而一个奇数计数让这件事不可能成立。 芳香性页面 数的是驱动其余总数的那些残基。
这个加和模型对比色皿内容物做了什么假定
这些系数是在完全还原、完全变性的材料上测得的,而模型的成立程度,取决于一次测量在多大程度上复现了那些条件。变性会把原本藏在折叠结构内部的芳香侧链暴露出来,还原则打断二硫键,使每一个胱氨酸项都被计一次。一份仍在折叠状态下测量的样品吸收得比模型预测的少,所以由它读出的浓度偏低。这是一个方向已知的系统性偏差,而不是随机散布,而事先知道方向正是它可以被修正的原因:把样品变性,或者把结果读作一个下界而不是浓度。
第二个假定是,芳香侧链是比色皿里唯一的吸收物种。任何其他在 280 纳米处吸收的东西都会被记到多肽账上,所以一份本身有吸收的缓冲液、一点去污剂、或者悬浮的细小颗粒,都会把读数推高,推高它所导出的浓度。补救办法是用同一种溶剂但不含多肽配成的空白。多肽工作中很多场合用酸性条件,正是出于这个原因:低 pH 会抑制许多缓冲组分的吸收,而不是给吸收加码,而 比尔-朗伯定律指南 列出了这次测量剩下的其他需要。
第三个假定是,各发色团的行为彼此独立。这个模型给每一个芳香环一个固定系数,并不因为两个环并肩而立、因为一个环埋在疏水内部、或者因为样品在比色皿里已经缔合而作任何修正。在这套方法原本针对的情形里,这些修正很小。对一条正在聚集的多肽来说,它们一点也不小;而聚集正是从外部最难察觉的失效模式,因为光谱仍然看起来像一条形状合理的干净吸收带。
为什么没有芳香残基的多肽抗拒这种测量
一条既没有色氨酸也没有酪氨酸的多肽,总数就只剩下二硫键项。一条既还原过又没有胱氨酸的多肽,其系数恰好为零,于是定律给出的说法是任何浓度都产生零吸光度。这不是算术失灵,而是对下面这件事的正确陈述:这次测量对比色皿里有多少多肽不携带任何信息。一个酪氨酸就足以彻底改变这一点,一对成键的胱氨酸也是如此,所以多肽常常被设计成带上其中之一。
把定律解出浓度,就是用测得的吸光度除以系数与光程之积,所以一个趋近于零的系数会造出一个极大的、看起来十分笃定的数字,而它完全由噪声拼成。页面上的结果没有任何地方看起来不对。 比尔-朗伯浓度计算器 出于这个理由直接拒绝零或负的系数,而这种拒绝是有用的答案,不是一种麻烦。一个虽小但不为零的系数几乎同样糟糕,因为它放大而不是消除同一个误差,而且这种放大完全无声。
对这样一条多肽,浓度无法从序列得知。对那些字母做任何算术都得不到它,而针对某一条具体多肽的任何具体数值,都只能来自一次测量,或者来自一份描述那个确切分子的引用来源,这两者本站都无法提供。能说的是这个问题的形状:可选的要么是一种响应别的东西的检测方法,要么是在样品确实有吸收的某个波长上做测量。把这话说清楚比给出一个看似合理的数字更有用,因为一个错误的系数会直接传进浓度,再传进由那个浓度算出的一切稀释结果。
什么时候以质量为基准的系数是更有用的那个数
摩尔系数并不是这个数字唯一的形式。把它除以平均摩尔质量,就得到质量消光系数,通常写作 mL g^-1 cm^-1,这正是与以克每升表示的浓度相配对的形式。这套算术很直接:一个系数为 12615、平均摩尔质量约 611 的多肽,给出的质量系数约为 20.7。 平均分子量计算器 提供这两个数里的第二个,而反方向换算就是同一次除法,所以只要两种形式用的是同一个摩尔质量,它们就绝不会互相矛盾。
把两种形式混用是这个主题上长久的错误,而且它错在摩尔质量上而不是错在一个小因子上,这正是它能够长期不被察觉的原因。 质量浓度与摩尔浓度对照指南 讲清了转换背后两种浓度单位之间的关系;而把一个质量浓度填进 比尔-朗伯吸光度计算器 ,会直接把由此产生的误差大小显示给你,而不是把这个推理留给你自己做。输出仍然是吸光度,仍然没有单位,只是错了好几百倍。
本计算器的工作原理
芳香侧链因为其共轭环系而吸收紫外线,每一个都贡献一个固定的量。这些系数是测得并列表的,这里并不是从第一性原理推出来的。
二硫键项需要一个无法从单字母序列上读出的计数。一个半胱氨酸可以是游离的,也可以是配对的,而只有配对的那一种形式才贡献。因此这个计算器问你实际存在多少个胱氨酸键,而不是替你猜。
这套方法假定的是一份完全变性、完全还原的蛋白质,其中每一个芳香侧链都暴露出来,没有残留的二硫键。这些正是系数被测得时的条件。
公式
-
e(280) = nTrp x 5500 + nTyr x 1490 + nCystine x 125
- nTrp
- 色氨酸残基数
- nTyr
- 酪氨酸残基数
- nCystine
- 以二硫键连接的半胱氨酸对数
ExPASy ProtParam 方法,源自 Gill 与 von Hippel (1989) 以及 Pace 等人 (1995)。
完整算例
不含半胱氨酸的 GWWY 的消光系数
仅为算例。所选数字是为了便于核对运算过程,并不代表剂量、方案或任何建议。
已知
- 序列
- GWWY
- 色氨酸数
- 2
- 酪氨酸数
- 1
- 胱氨酸键数
- 0
- 色氨酸贡献
- 代入
- 2 x 5500
- 结果
- 11000
- 酪氨酸贡献
- 代入
- 1 x 1490
- 结果
- 1490
- 胱氨酸贡献
- 代入
- 0 x 125
- 结果
- 0
- 合计
- 代入
- 11000 + 1490 + 0
- 结果
- 12490 M^-1 cm^-1
这说明了什么
两个色氨酸提供了总数的 88%,这就是一般规律。一条既没有色氨酸也没有酪氨酸的多肽,其系数接近零,而对它做紫外浓度测量,将会被噪声以及比色皿里的其他任何东西主导。
理解各项输入
- 氨基酸序列
- 以单字母代码表示的链。苯丙氨酸、丝氨酸、苏氨酸和天冬酰胺会被读入并计数,但不贡献任何东西。
- 胱氨酸(二硫)键数
- 实际存在的、以二硫键连接的半胱氨酸对数。它无法从序列推断出来,除非你知道它,否则就是零。
- 注意: 在存在二硫键时把这一项留成零,会低估系数。把它填成半胱氨酸的个数,则假定它们全都配对,而这很少成立,因为奇数个半胱氨酸无法全部配对,而且一个半胱氨酸可能是游离的,也可能连在别处。
理解各项输出
- 消光系数 (M-1 cm-1)
- 280 nm 处、以 M^-1 cm^-1 计的消光系数。乘以 mol/L 的摩尔浓度和以厘米计的光程,即得吸光度。
单位说明
- M^-1 cm^-1
- 每摩尔每厘米的倒数,也就是逆摩尔厘米。消光系数的单位,选它是为了让单位在比尔-朗伯定律中恰好抵消。
- Cystine
- 由一个二硫键连接的两个半胱氨酸残基。每一对这样的组合为系数贡献 125。
- 280 nm
- 蛋白质吸收的标准紫外波长。
常见错误
- 把质量浓度与摩尔消光系数搭配使用。比尔-朗伯计算器接受的是 mol/L 的浓度,用 mg/mL 会得到一个错在摩尔质量上的数值。
- 忘了设定光程。标准值是 1 cm,漏掉它会让答案按这个倍数改变。
- 测量浑浊或散射的样品。散射不是吸收,它会抬高表观吸光度,所以这样读出的浓度偏高。
- 指望这个系数对折叠蛋白是精确的。加和模型假定完全变性,而折叠结构中埋藏的芳香残基吸收得比模型预测的少。
重要局限
- 这个加和模型只有在完全还原、完全变性的蛋白质于强酸性缓冲液中被测量时才精确,这正是多肽紫外工作所用的缓冲液含有酸的原因。
- 任何改变芳香吸收的翻译后修饰,比如硝基,都不在计算之内。
- 它本身不给浓度。它必须通过比尔-朗伯关系与一个吸光度和一个光程结合起来使用。
常见问题
What does the extinction coefficient calculator compute?
It estimates a peptide's molar extinction coefficient at 280 nm from its tryptophan, tyrosine and cystine, disulfide bonded cysteine pair, content, for use in UV absorbance based concentration measurement.
What is the extinction coefficient calculator’s formula?
e(280) = nTrp x 5500 + nTyr x 1490 + nCystine x 125, the Gill and von Hippel (1989) / Pace et al (1995) method, which is also the method ExPASy ProtParam uses.
How do I use the extinction coefficient calculator?
Enter the peptide sequence and, separately, how many cystine (disulfide) bonds are actually formed, since that cannot be determined from the sequence alone. The calculator returns the extinction coefficient in M^-1 cm^-1.
Why do I have to enter cystine bonds manually on the extinction coefficient calculator?
Whether cysteine residues form disulfide bonds depends on the peptide’s folded or reduced state, which the sequence alone does not determine; the calculator asks for this number rather than guessing it.
What units does the extinction coefficient calculator use?
M^-1 cm^-1, per molar per centimeter, the standard unit for a molar extinction coefficient, ready to use directly in the Beer-Lambert calculators on this site.
What are the limits of the extinction coefficient calculator’s method?
The additive Gill and von Hippel / Pace model is only exact for a fully denatured, reduced peptide in solution; folded tertiary structure can shift the true extinction coefficient somewhat from this additive estimate.
What if my sequence has no tryptophan or tyrosine on the extinction coefficient calculator?
With zero cystine bonds entered, the calculator returns an extinction coefficient of zero, correctly indicating the peptide has essentially no expected absorbance at 280 nm and would need an alternative quantification method.
Is the extinction coefficient calculator free?
Yes. The extinction coefficient calculator runs entirely in your browser.
How do I calculate the extinction coefficient of a peptide by hand?
Count the tryptophan, tyrosine and disulfide bonded cystine residues in the sequence, then compute nTrp x 5500 + nTyr x 1490 + nCystine x 125. This calculator does the same arithmetic once you paste the sequence and set the cystine bond count.