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Peptide Calculator

Calculadora do coeficiente de extincao

Calcula o coeficiente de extinção molar a 280 nm como 5500 x Trp + 1490 x Tyr + 125 x pontes de cistina (método de Gill e von Hippel / Pace). Referência educacional, não é conselho médico.

Analise de sequencia

Campos da calculadora

Apenas codigos de aminoacido de uma letra (A-Y). Espacos e quebras de linha sao ignorados.

Esta e uma ferramenta de referencia matematica e laboratorial. Ela nao diagnostica, trata ou recomenda uma dose, e nao e conselho medico.

A calculadora de coeficiente de extinção devolve com que força um peptídeo absorve luz a 280 nanómetros, o comprimento de onda usado em praticamente todas as medições de concentração de proteínas e peptídeos por absorvância no ultravioleta.

O cálculo é o padrão: o triptofano contribui 5500, a tirosina contribui 1490, e cada par de cistinas unidas por uma ligação dissulfeto contribui 125, em unidades de centímetros molares inversos. À fenilalanina é atribuída uma contribuição nula.

Este número é a ponte entre uma leitura num espectrofotómetro de ultravioleta e uma concentração. As calculadoras de Beer Lambert deste site fazem a outra metade desse trabalho, em qualquer um dos dois sentidos.

Porque é que um coeficiente de peptídeo é uma soma sobre os resíduos absorventes

O coeficiente não é uma propriedade da molécula por si só. É uma propriedade da molécula num comprimento de onda, e é por isso que qualquer coeficiente citado em qualquer sítio traz o comprimento de onda ao lado e que um valor a 280 nanómetros não pode ser usado para interpretar uma leitura tomada a 214 nanómetros. O cálculo em si é uma contagem ponderada: cada triptofano acrescenta 5500, cada tirosina acrescenta 1490, e cada par de cisteínas unidas por dissulfeto acrescenta 125, tudo em centímetros molares inversos. A fenilalanina não acrescenta nada aqui, porque o seu anel absorve mais para dentro do ultravioleta do que o comprimento de onda normal.

O mais instrutivo dessa lista é quão pouca da sequência ela usa. Dois peptídeos do mesmo comprimento com o mesmo número de triptofanos e o mesmo número de pares de cistina devolvem um coeficiente idêntico, por mais completamente diferentes que sejam os seus restantes resíduos. Uma cadeia de resíduos ácidos e uma cadeia de resíduos básicos parecem iguais a este modelo. É isso que torna o número utilizável para uma medição de concentração e uma má descrição de uma molécula, e vale a pena saber qual das duas coisas se tem nas mãos antes de o usar.

O termo das ligações dissulfeto é a única entrada que não se lê numa sequência. Uma cisteína pode estar livre, emparelhada com uma segunda cisteína, ou ligada a outra coisa completamente diferente, e só a forma emparelhada contribui. Uma sequência de uma letra não distingue esses casos, portanto a contagem é fornecida à mão em vez de inferida, e é por isso que este campo existe neste formulário. Introduzir o número de cisteínas presume que todas elas encontraram uma parceira, e uma contagem ímpar torna isso impossível. A calculadora de aromaticidade conta os resíduos que puxam o resto do total.

O que o modelo aditivo pressupõe sobre o conteúdo da cuvette

Estes coeficientes foram medidos em material totalmente reduzido e totalmente desnaturado, e o modelo é válido na medida em que uma medição reproduz essas condições. Desnaturar expõe cadeias laterais aromáticas que de outro modo estariam no interior de uma estrutura dobrada, e reduzir quebra as ligações dissulfeto para que cada termo de cistina seja contado uma vez. Uma amostra medida ainda dobrada absorve menos do que o modelo prevê, portanto a concentração lida a partir dela sai baixa. Esse é um viés sistemático com direção conhecida e não dispersão aleatória, e conhecer a direção de antemão é o que o torna corrigível: desnaturar a amostra, ou ler o resultado como um limite inferior e não como a concentração.

A segunda suposição é que as cadeias laterais aromáticas são as únicas espécies absorventes na cuvette. Tudo o resto que absorve a 280 nanómetros é cobrado ao peptídeo, portanto um tampão com absorvância real, um vestígio de detergente, ou uma suspensão de partículas finas empurram todos a leitura para cima e a concentração derivada junto com ela. O remédio é um branco feito com o mesmo solvente sem o peptídeo. Condições ácidas são usadas em muito do trabalho com peptídeos exatamente por esta razão, porque um pH baixo suprime a absorvância de muitos componentes do tampão em vez de a acrescentar, e o trabalho sobre Beer Lambert expõe o resto do que a medição precisa.

A terceira suposição é que os cromóforos se comportam de forma independente uns dos outros. O modelo dá a cada anel aromático um coeficiente fixo e não faz qualquer correção para dois deles estarem lado a lado, para um anel enterrado num interior hidrofóbico, ou para uma amostra que se tenha agregado na cuvette. Essas correções são pequenas nos casos para os quais o método foi construído. Não são pequenas de todo para um peptídeo que esteja a agregar, e a agregação é o modo de falha mais difícil de notar por fora porque o espectro continua a parecer uma banda de absorção limpa com uma forma plausível.

Porque é que um peptídeo sem aromáticos resiste a esta medição

Um peptídeo sem triptofano e sem tirosina reduz o total ao termo das ligações dissulfeto. Um peptídeo reduzido sem cistina tem portanto um coeficiente de exatamente zero, e a lei passa então a dizer que qualquer concentração produz uma absorbância de zero. Não é a aritmética a falhar. É a afirmação correta de que a medição não transporta informação sobre quanto peptídeo está na cuvette. Uma única tirosina chega para mudar isso completamente, e um único par de cistinas unidas também, e é por isso que os peptídeos são muitas vezes modificados para transportarem um.

Resolver a lei para a concentração divide a absorbância medida pelo produto do coeficiente e do comprimento de trajeto, portanto um coeficiente que se aproxime de zero produz um número muito grande e de aparência muito confiante, montado inteiramente a partir de ruído. Nada no resultado parece errado na página. A calculadora de concentração de Beer Lambert recusa a sério um coeficiente zero ou negativo por essa razão, e a recusa é a resposta útil e não um inconveniente. Um coeficiente pequeno mas diferente de zero é quase tão mau, porque amplifica o mesmo erro em vez de o eliminar, e a amplificação é inteiramente silenciosa.

Para um peptídeo desses a concentração não é conhecível a partir da sequência. Nenhuma aritmética sobre as letras a vai produzir, e qualquer figura específica para um peptídeo específico teria de vir de uma medição ou de uma fonte citada que descrevesse essa molécula exata, e nenhuma das duas coisas este site pode fornecer. O que se pode dizer é a forma do problema: as opções são um método de detecção que responda a outra coisa, ou uma medição feita num comprimento de onda em que parte da amostra absorve. Dizê-lo de forma simples é mais útil do que uma figura plausível, porque um coeficiente errado propaga-se diretamente para uma concentração e daí para todas as diluições calculadas a partir dessa concentração.

Quando um coeficiente baseado na massa é o número mais útil

O coeficiente molar não é a única forma que este número toma. Divida-o pela massa molar média e obtém um coeficiente de extinção mássico, escrito convencionalmente em mL g^-1 cm^-1, que é a forma que faz par com uma concentração em gramas por litro em vez de moles por litro. A aritmética é simples: um coeficiente de 12615 para um peptídeo de massa molar média de cerca de 611 dá um coeficiente mássico de cerca de 20.7. A calculadora de peso molecular médio fornece o segundo desses dois números, e converter no sentido inverso é a mesma divisão ao contrário, portanto as duas formas nunca podem discordar desde que a mesma massa molar seja usada nas duas.

Misturar as duas formas é o erro permanente neste assunto, e está errado pela massa molar e não por um fator pequeno, e é por isso que pode passar despercebido tanto tempo. O guia sobre concentração em massa face à molaridade expõe a relação entre as duas unidades de concentração que está por baixo da conversão, e introduzir uma concentração mássica na calculadora de absorbância de Beer Lambert mostra-lhe diretamente a dimensão do erro resultante em vez de a deixar para raciocinar. A saída continua a ser uma absorbância, continua sem unidade, e está simplesmente errada por um fator de várias centenas.

Como funciona esta calculadora

As cadeias laterais aromáticas absorvem luz ultravioleta por causa dos seus sistemas anelares conjugados, e cada uma contribui uma quantidade fixa. Os coeficientes foram medidos e estão tabelados; não são derivados a partir de primeiros princípios aqui.

O termo das ligações dissulfeto precisa de uma contagem que não se lê numa sequência de uma letra. Uma cisteína pode estar livre ou emparelhada, e só a forma emparelhada contribui. A calculadora pergunta-lhe portanto quantas ligações de cistina estão de facto presentes em vez de adivinhar.

O método pressupõe uma proteína totalmente desnaturada e totalmente reduzida, na qual todas as cadeias laterais aromáticas estão expostas e não resta nenhuma ligação dissulfeto. São essas as condições em que os coeficientes foram medidos.

As formulas

  • e(280) = nTrp x 5500 + nTyr x 1490 + nCystine x 125

    nTrp
    número de resíduos de triptofano
    nTyr
    número de resíduos de tirosina
    nCystine
    número de pares de cisteínas unidas por ligação dissulfeto

    O método ExPASy ProtParam, depois de Gill & von Hippel (1989) e Pace et al (1995).

Exemplo resolvido

Coeficiente de extinção de GWWY, que não tem cisteína

Exemplo ilustrativo. Os numeros foram escolhidos para que a aritmetica seja facil de conferir. Nao sao uma dose, um protocolo ou uma recomendacao.

Dados

Sequência
GWWY
Triptofanos
2
Tirosinas
1
Ligações de cistina
0
  1. Contribuição do triptofano
    Substituicao
    2 x 5500
    Resultado
    11000
  2. Contribuição da tirosina
    Substituicao
    1 x 1490
    Resultado
    1490
  3. Contribuição da cistina
    Substituicao
    0 x 125
    Resultado
    0
  4. Total
    Substituicao
    11000 + 1490 + 0
    Resultado
    12490 M^-1 cm^-1

O que isso mostra

Os dois triptofanos fornecem 88 por cento do total, que é o padrão geral. Um peptídeo sem triptofano e sem tirosina tem um coeficiente perto de zero, e uma medição de concentração por ultravioleta numa amostra dele será dominada pelo ruído e por tudo o que mais esteja na cuvette.

Entendendo as entradas

Sequencia de aminoacidos
A cadeia em códigos de uma letra. A fenilalanina, a serina, a treonina e a asparagina são lidas e contadas mas não contribuem para nada.
Pontes de cistina (dissulfeto)
O número de pares de cisteínas unidas por ligação dissulfeto que estão de facto presentes, que não pode ser inferido de uma sequência e é zero a menos que saiba o valor.
Atencao: Deixar isto a zero quando existem ligações dissulfeto subestima o coeficiente. Deixá-lo igual ao número de cisteínas presume que estão todas emparelhadas, o que raramente acontece, porque uma cisteína ímpar não se emparelha e uma cisteína pode estar livre ou ligada a outro sítio.

Entendendo os resultados

Coeficiente de extincao (M-1 cm-1)
O coeficiente de extinção a 280 nm em M^-1 cm^-1. Multiplique pela concentração molar em mol/L e pelo comprimento de trajeto em centímetros para obter a absorbância.

Unidades explicadas

M^-1 cm^-1
Centímetros molares inversos. A unidade de um coeficiente de extinção, escolhida de modo que as unidades se cancelem na lei de Beer Lambert.
Cystine
Dois resíduos de cisteína unidos por uma ligação dissulfeto. Cada par desses contribui 125 para o coeficiente.
280 nm
O comprimento de onda ultravioleta normal para a absorvância de proteínas.

Erros comuns

  • Usar uma concentração mássica com um coeficiente de extinção molar. As calculadoras de Beer Lambert recebem a concentração em mol/L, e usar mg/mL produz um número errado pela massa molar.
  • Esquecer-se de definir um comprimento de trajeto. O normal é 1 cm, e omiti-lo altera a resposta por esse fator.
  • Medir uma amostra turva ou que dispersa. A dispersão não é absorvância e infla a absorvância aparente, portanto uma concentração lida assim fica alta demais.
  • Esperar que o coeficiente seja exato para uma proteína dobrada. O modelo aditivo pressupõe desnaturação total, e os aromáticos enterrados numa estrutura dobrada absorvem menos do que o modelo prevê.

Limitacoes importantes

  • O modelo aditivo é exato apenas para uma proteína totalmente reduzida e totalmente desnaturada medida num tampão fortemente ácido, e é por isso que os tampões usados em trabalho com peptídeos e ultravioleta contêm ácido.
  • Qualquer modificação pós-translacional que altere a absorção aromática, como um grupo nitro, não é tida em conta.
  • Não dá uma concentração por si só. Tem de ser combinado com uma absorbância e um comprimento de trajeto através da relação de Beer Lambert.

Perguntas frequentes

What does the extinction coefficient calculator compute?

It estimates a peptide's molar extinction coefficient at 280 nm from its tryptophan, tyrosine and cystine, disulfide bonded cysteine pair, content, for use in UV absorbance based concentration measurement.

What is the extinction coefficient calculator’s formula?

e(280) = nTrp x 5500 + nTyr x 1490 + nCystine x 125, the Gill and von Hippel (1989) / Pace et al (1995) method, which is also the method ExPASy ProtParam uses.

How do I use the extinction coefficient calculator?

Enter the peptide sequence and, separately, how many cystine (disulfide) bonds are actually formed, since that cannot be determined from the sequence alone. The calculator returns the extinction coefficient in M^-1 cm^-1.

Why do I have to enter cystine bonds manually on the extinction coefficient calculator?

Whether cysteine residues form disulfide bonds depends on the peptide’s folded or reduced state, which the sequence alone does not determine; the calculator asks for this number rather than guessing it.

What units does the extinction coefficient calculator use?

M^-1 cm^-1, per molar per centimeter, the standard unit for a molar extinction coefficient, ready to use directly in the Beer-Lambert calculators on this site.

What are the limits of the extinction coefficient calculator’s method?

The additive Gill and von Hippel / Pace model is only exact for a fully denatured, reduced peptide in solution; folded tertiary structure can shift the true extinction coefficient somewhat from this additive estimate.

What if my sequence has no tryptophan or tyrosine on the extinction coefficient calculator?

With zero cystine bonds entered, the calculator returns an extinction coefficient of zero, correctly indicating the peptide has essentially no expected absorbance at 280 nm and would need an alternative quantification method.

Is the extinction coefficient calculator free?

Yes. The extinction coefficient calculator runs entirely in your browser.

How do I calculate the extinction coefficient of a peptide by hand?

Count the tryptophan, tyrosine and disulfide bonded cystine residues in the sequence, then compute nTrp x 5500 + nTyr x 1490 + nCystine x 125. This calculator does the same arithmetic once you paste the sequence and set the cystine bond count.